CONTROL DE INFECCIONES
Debe enfatizarse que hay varios factores que determinan la naturaleza y extensión de los procedimientos de control de la infección. No hay manera de establecer si una persona tiene la infección por el VIH o por otros agentes como Hepatitis B, tuberculosis o sífilis entre otros. Por lo tanto, deben tomarse medidas adecuadas de rutina para todos los pacientes así como todos los procedimientos para prevenir la transmisión de agentes infecciosos.
El mejoramiento e intensificación de las normas de asepsia-antisepsia protegen al personal y a los pacientes; brindan tranquilidad y seguridad a los pacientes ante las actuales perspectivas de contagio por medio del instrumental ; e imprime una imagen de seriedad y prestigio en el profesional.
EL VIH, a diferencia de otros agentes infecciosos, solo se transmite de una persona a otra por contacto directo con sangre o secreciones infectadas. Vale decir, el contacto con sangre o sus derivados, semen, secreciones vaginales, líquido amniótico o líquido cefalorraquídeo.
El virus se encuentra en toda secreción y excreción humana. La saliva es una de ellas. Sin embargo, se necesita una fuerte concentración de virus en éstas para que sea posible la transmisión, condición que no se da en la salida, aunque sí en la sangre. Pero incluido el contacto de estos fluidos infectados con la piel sana sin herida alguna resulta para muchos investigadores inofensivo. Para que se produzca una infección es necesario el contacto directo con la piel herida, o con mucosas. El contacto personal diario no es peligroso.
El CDS afirma que la posibilidad de infectarse con el VIH a consecuencia de un pinchazo es de 0.4% (4 de cada mil) a diferencia de la Hepatitis B cuyo porcentaje varía entre 30 y 60% (3 a 6 de cada diez)
CONCEPTOS BÁSICOS.
Bioseguridad: Es el conjunto de medidas preventivas que tienen como objeto proteger la salud y seguridad personal de los profesionales de salud y pacientes frente a los diferentes riesgos producidos por agentes biológicos, físicos, químicos y mecánicos.
Decontaminación: el objetivo, es reducir la contaminación inicial y permitir una Manipulación del instrumental sin peligro; de esta manera proteger al personal que manipula y al medio ambiente. Su Acción es bacteriostática. Entre los productos que se pueden utilizar para este fin están los productos clorurados como el hipoclorito de sodio a concentraciones de 12° Cl, amonios cuaternarios, etc., con la inevitable consecuencia de la corrosión. Los criterios a tener en cuenta para escoger un producto útil de Descontaminación deben ser: eficacia antimicrobiana, respeto de las características físicas y químicas del material a descontaminar, no toxicidad para el personal, presentación estable y facilidad de Manipulación. Los materiales deben ser descontaminados inmediatamente después de su utilización por inmersión completa. El tiempo será el indicado por el fabricante del producto seleccionado (en general de 10-15 minutos). Los instrumentos compuestos deben ser desarticulados e impregnados al interior con el mismo producto con la ayuda de jeringas. Posteriormente, es necesario lavar por cinco minutos con abundante agua y a temperatura inferior a 30°C, para evitar
el riesgo de fijación de sustancias proteicas. De esta manera se busca que la flora inicial sea inhibida en 1X10-3 veces y los virus inactivados.
Limpieza: Es la eliminación por arrastre de toda suciedad (materia Orgánica u otra sustancia sangre, fluidos corporales ó cualquier otro material extraño visible polvo ó suciedad). Se realizará por acción mecánica con cepillo y Se utilizará agua conjuntamente con Sustancias tensioactivas. Luego se procederá al secado y acondicionamiento.
Los cepillos dentales duros son adecuados para eliminar el material orgánico de los equipos e instrumentos.
Con este paso se eliminará la mayoría de los microorganismos (hasta un 80%), el objetivo es obtener un instrumental microscópicamente limpio; es decir eliminar el material orgánico (sangre, detritos óseos, dentales, etc.) y residuos inorgánicos (restos de materiales) que pueden facilitar el almacenamiento de microorganismos. Algunos instrumentos deben seguir un proceso especial para evitar su deterioro y por esto deben seguirse las indicaciones dadas por el fabricante en la ficha técnica. La limpieza puede ser mecánica (utilización de cepillos); química (detergentes que solubilizan residuos) ó térmica (medios que aceleran la rapidez de la limpieza). En el consultorio odontológico el método utilizado es el manual, éste debe hacerse con un cepillo (de preferencia plástica para facilitar su desinfección) y con un detergente líquido no corrosivo y no irritante, bactericida y fungistático. Eventualmente se puede usar ultrasonido, especialmente para el instrumental pequeño. La duración de la inmersión es diferente de acuerdo a cada fabricante (aproximadamente 10 minutos), seguido por un lavado exhaustivo y un secado meticuloso. En el caso de instrumentos nuevos, siempre es necesario un lavado triple antes de su utilización.
Desinfección consiste en la eliminación de gérmenes destinada a impedir la transmisión de ciertos microorganismos, alterando su estructura o su metabolismo, independientemente de su estado fisiológico. Para realizarla se utilizan desinfectantes que son aquellas sustancias químicas, que aplicadas sobre objetos inanimados destruyen los microorganismos en general, patógenos y no patógenos.
No existe un desinfectante único capaz de eliminar todos los gérmenes. Cada desinfectante tiene unas propiedades determinadas. Algunos presentan elevada actividad germicida, o amplio espectro antimicrobiano. Pueden ser de acción rápida o diferida, aunque la duración del efecto varía entre ellos. Otro elemento a considerar es la toxicidad y efecto corrosivo sobre el instrumental. También se debe considerar el olor y color agradable.
En general, como norma básica debe seguirse la indicada por el fabricante en el envase y vigilar la fecha de caducidad. Por tanto deben conservarse los envases originales pues las indicaciones suelen aparecer en las instrucciones de uso.
A su vez la desinfección química se clasifica según su acción en:
Desinfección de alto nivel: Cuando inactiva al Mycrobacterias, virus y hongos con excepción de esporos.
Desinfección de nivel intermedio: Cuando inactiva al Mycobacteium tuberculosis, bacterias vegetativas, mayoría de los virus, mayoría de los hongos, pero no los esporos bacterianos.
Desinfección de bajo nivel: Puede destruir la mayoría de bacterias, algunos virus y algunos hongos. No es confiable para microorganismos resientes como bacilos de tuberculosis o esporos bacterianos.
La esterilización consiste en la destrucción o eliminación de cualquier tipo de vida microbiana de los objetos inanimados, incluyendo las formas esporuladas de hongos y bacterias. Significa el nivel más alto de seguridad y, por tanto, de letalidad (o eficacia biocida).
La asepsia significa ausencia de materia séptica, es decir de infección; por extensión constituye también el método de prevenir las infecciones, sobretodo se la realiza actualmente por procedimientos físicos.
Desinfectantes: Germicida que inactiva prácticamente todos los microorganismos patógenos conocidos, pero no todas las formas bacterianas.
Esterilizante Químico: destruye todas las formas de vida microbiana.
Antiséptico: Germicida químico formulando para uso en piel o tejidos que inhibe el crecimiento y desarrollo de microorganismos. No deben ser utilizados para objetos inanimados.
Antisepsia: es el conjunto de procedimientos físicos, mecánicos y preferentemente químicos, que se emplean para destruir los gérmenes patógenos, es sinónimo de desinfección.
Mediante la antisepsia, los materiales quirúrgicos y la piel del enfermo, alcanzan un estado de desinfección tal, que se evita la contaminación operatoria.
Mediante la antisepsia, los materiales quirúrgicos y la piel del enfermo, alcanzan un estado de desinfección tal, que se evita la contaminación operatoria.
Se utilizaron: Fenol, cresol, agua oxigenada.
El alcohol, de escaso efecto antiséptico, desengrasa.
Los jabones de sodio y potasio son también utilizados para iniciar la antisepsia de la piel.
Los detergentes catiónicos, como los compuestos de amonio cuaternario:
Los detergentes catiónicos, como los compuestos de amonio cuaternario:
· DG6: Cloruro de lauraminio.
· Cloruro de benzalconio, se usó con el nombre comercial de Zephirán
· Nitrofurazona, nombre comercial Furacín, se utiliza en pomadas y en solución acuosa al 2%
Cresoles en uso actual:
· Cloroxilenol: Espadol
· Hexaclorofeno: Fisohex
Antisépticos de mayor uso actual: Polivinil pirrolidona Iodo. P.V.P.I. en solucion o jabonosa.
Alcohol Iodado, efectivo contra esporos
Clorhexidina: Hibiscrub
Las soluciones alcoholicas o acuosas de los derivados orgánicos del mercurio, se emplean para la antisepsia de la piel: Timerosal: Merthiolate
Merbromina: Mercurocromo
Antisépticos de superficie para ambientes: Creolina
Hipoclorito de Na
Esterilizacion
Se considera como el agente esterilizante ideal aquel que consigue: una acción bactericida, esporicida, tuberculicida, fungicida y viricida; actúa en el menor tiempo posible y posee alto poder de penetración tanto en el interior de los paquetes como en
los dispositivos médicos. No debe presentar riesgos para el trabajador, el paciente o el medio ambiente.
El material que va a ser sometido a esterilización debe estar limpio, seco y empaquetado en función del método de esterilización a seguir por sus características.
El proceso de esterilización no debe producir cambios ni en la apariencia, ni en el funcionamiento de los materiales, aun después de ciclos repetidos.
Deben ser estériles todos los objetos que han de entrar en contacto con el torrente sanguíneo o territorio orgánico estéril, es decir aquéllos que penetran en:
- el cuerpo a través de una efracción o solución de continuidad de la piel
- cavidades estériles
- objetos que deben ser manipulados dentro de un campo estéril
MÉTODOS DE ESTERILIZACIÓN
METODOS FISICOS
Calor humedo Autoclave: Se realiza la esterilización por el vapor de agua a presión. El modelo más usado es el de Chamberland.
Esteriliza a 120º a una atmósfera de presión, o a 134º a 2 atmósferas de presión, se deja el material durante 20 a 30 minutos. . Los tiempos recomendados son 18 minutos a 134°C en 3040 hpa de presión, para instrumentos, textiles en algodón y polyester y 20 minutos a 125°C en 2050 hpa para material plástico.
Consta de una caldera de cobre, sostenida por una camisa externa metálica, que en la parte inferior recibe calor por combustión de gas o por una resistencia eléctrica.
La caldera se cierra en la parte superior, por una tapa de bronce que se ajusta perfectamente gracias a un anillo de caucho, mediante bulones a "mariposa". Esta tapa posee tres orificios, uno para el manómetro, otro para el escape de vapor en forma de robinete y el tercero, para una válvula de seguridad que funciona por contrapeso o a resorte.
Para hacerlo funcionar se coloca agua en la caldera, 2 o 3 litros, procurando que su nivel no alcance a los objetos que se disponen sobre una rejilla de metal. Se cierra asegurando la tapa, sin ajustar los bulones y se da calor, dejando abierta la válvula de escape hasta que todo el aire se desaloje y comience la salida de vapor en forma de chorro continuo y abundante, lo que indica que el aparato está bien purgado de aire. Se cierra la llave de escape y se ajustan los bulones de la tapa en forma pareja, se deja subir 1 o 2 atmósferas la presión, manteniéndola constante durante el tiempo necesario.
La caldera se cierra en la parte superior, por una tapa de bronce que se ajusta perfectamente gracias a un anillo de caucho, mediante bulones a "mariposa". Esta tapa posee tres orificios, uno para el manómetro, otro para el escape de vapor en forma de robinete y el tercero, para una válvula de seguridad que funciona por contrapeso o a resorte.
Para hacerlo funcionar se coloca agua en la caldera, 2 o 3 litros, procurando que su nivel no alcance a los objetos que se disponen sobre una rejilla de metal. Se cierra asegurando la tapa, sin ajustar los bulones y se da calor, dejando abierta la válvula de escape hasta que todo el aire se desaloje y comience la salida de vapor en forma de chorro continuo y abundante, lo que indica que el aparato está bien purgado de aire. Se cierra la llave de escape y se ajustan los bulones de la tapa en forma pareja, se deja subir 1 o 2 atmósferas la presión, manteniéndola constante durante el tiempo necesario.
Luego se interrumpe la emisión de calor, se abre la válvula de escape, a fin de que entre el aire al interior del aparato, luego de estas precauciones recién se destapa el autoclave.
En autoclave se esteriliza en tambores o paquetes, materiales de goma, latex, plásticos, telas e hilos, en ocasiones también material de vidrio.
En autoclave se esteriliza en tambores o paquetes, materiales de goma, latex, plásticos, telas e hilos, en ocasiones también material de vidrio.
Calor Seco. Estufa: Doble cámara, el aire caliente generado por una resistencia, circula por la cavidad principal y por el espacio entre ambas cámaras, a temperatura de 170º C para el instrumental metálico y a 140º C para el contenido de los tambores.
Se mantiene una temperatura estable mediante termostatos de metal, que al dilatarse por el calor, cortan el circuito eléctrico. El calor seco se logra por conducción del calor, desde la superficie externa del artículo hacia las capas internas. Los microorganismos mueren por quemadura lenta de sus proteínas.
Demora más que la esterilización a vapor, el calentamiento es más lento sin humedad
Usar este método sólo para artículos que puedan soportar una temperatura mayor de 160° C en un tiempo no menor de 60’.
Las agujas y los instrumentos con bordes cortantes como: limas para endodoncia, agujas de sutura, deben esterilizarse a temperaturas no mayores a los 160° C. Mayores temperaturas disminuyen el filo de los bordes cortantes.
Se recomienda contar el tiempo recién a partir del momento que se alcanza la temperatura deseada. Se recomienda las siguientes relaciones de temperatura / tiempo:
| 60 minutos | 170° |
| 120 minutos | 160° |
Después del enfriamiento, sacar los instrumentos sueltos con pinzas o tenazas estériles y almacenarlos en recipientes cubiertos, igualmente estéril.
Es recomendable que las estufas posean relojes y termómetros y realizar controles de
esterilización mediante testificación periódica.
Esterilización por vapor de agua Es el proceso mediante el cual se somete a los microorganismos a la acción del calor (121 - 134ºC) con la inyección de vapor saturado y seco a presión. El ciclo de 121ºC es más largo que el de 134ºC. La esterilización en autoclave por vapor de agua es el método de esterilización por excelencia al presentar una elevada eficacia por su capacidad de penetración, fiabilidad, facilidad de monitorización, seguridad (ausencia de residuos tóxicos) y resultar el más económico de los sistemas tradicionales dentro de la esterilización hospitalaria. Existe un ciclo rápido denominado Ciclo Flash, de corta duración (20 minutos), que sólo se debe utilizar para material de uso inmediato y no requiere empaquetado. Este método de esterilización se creó para su utilización en el propio "punto de actividad"; la limitación más importante de este método es que no existe posibilidad de garantizar que se ha conseguido la esterilidad, a más del deterioro que produce en el material termosensible. Su utilización debiera quedar limitada a situaciones de emergencia, en el transcurso de una intervención, o cuando no es posible la utilización de otro método alternativo
Gas-plasma de Peróxido de Hidrógeno Proceso de esterilización a baja temperatura que consiste en la difusión de peróxido de hidrógeno en fase plasma (estado entre líquido y gas), que ejerce la acción biocida. El peróxido de hidrógeno no deja ningún residuo tóxico. Se convierte en agua y oxígeno al final del proceso. El material no precisa aireación. El ciclo de esterilización dura entre 54 y 75 minutos.
Limitaciones: no se pueden esterilizar objetos que contengan celulosa, algodón, líquidos, humedad, madera o instrumental con lúmenes largos y estrechos. Es el método de esterilización más caro de entre los descritos.
Tyndalización: Esterilización por acción discontinua del vapor de agua, se basa en el principio de Tyndall "Las bacterias que resisten una sesión de calefacción, hecha en determinadas condiciones, pueden ser destruidas cuando la misma operación se repite con intervalos separados y en varias sesiones.
Se efectúa por medio del autoclave de Chamberland, dejando abierta la válvula de escape, o sea funcionando a la presión normal. Puede también realizarse a temperaturas más bajas, 56º u 80º C, para evitar la descomposición de las sustancias a esterilizar, por las temperaturas elevadas. También se pueden hacer en estufas a calor seco.
Esterilización por métodos químicos
Formaldehído Es un sistema que utiliza formaldehído al 2% con vapor a baja temperatura en vacío. Es más tóxico que el Óxido de Etileno y no está claramente demostrada su eficacia, por lo que es el sistema de esterilización menos usado.
La forma de presentación más adecuada es la Formalina, solución acuosa con una concentración al 30%. Es recomendada como esterilizante y desinfectante, aunque posee menor actividad que el glutaraldehído. Al parecer su mecanismo de acción ocurre por la interacción con las proteínas y ácidos nucleicos. Debe recordarse que los priones son resistentes a los aldehidos.
Este antiséptico se usa diluido al 4 % como fijador de proteínas y al 5 o 10 % para esterilizar ambientes.
Las pastillas de formalina a temperatura ambiente obtienen la esterilización en 36 hs. de exposición.
Glutaraldehido: potente desinfectante y esterilizante de elección en la esterilización a bajas temperaturas. Su acción es de amplio espectro considerándose un buen esporicida y virucida, especialmente reduce la actividad del virus de la hepatitis A, B y poliovirus. Su mecanismo de acción es diferente de acuerdo al tipo de microorganismo. Se recomienda usar en concentraciones al 2% y en medios alcalinos.
Ventajas: Desinfectante de alto nivel. No corroe el instrumental metálico Es efectivo como esterilizante químico. Práctico para instrumental invasivo delicado (endoscopios, laparoscopios, termómetros, etc.) No se inactiva en presencia de sangre o materia orgánica. Duración aproximada de 14 días. Desventajas: De difícil adquisición en el mercado Muy caro. Puede irritar piel, ojos y tracto respiratorio. Inmersión de 8 -10 horas para esterilización de instrumental. Deja residuos en el instrumental por lo que se debe enjuagar con agua estéril (no con agua hervida). Se sumerge totalmente el material a esterilizar en la solución, se pueden esterilizar plásticos, metales, vidrios, gomas, etc. En 10 minutos se logra una conveniente desinfección del material . El glutaraldehido es también un derivado del formol.
Esterilización por gas de Óxido de Etileno Es un proceso de esterilización a baja temperatura (30-60ºC) mediante el cual se somete a los microorganismos a la acción química del Óxido de Etileno. Se presenta como gas o líquido incoloro, puro o con mezcla (en general, con freón). Penetra con facilidad a través de materiales de goma y plástico en estado gaseoso. Es un agente esterilizante muy eficaz. Esteriliza todos los materiales termosensibles que no se pueden esterilizar con vapor. El material esterilizado requiere aireación para que se eliminen los residuos del gas. La duración del ciclo es de 90 minutos y el periodo de aireación suele ser de 12 horas.
Es inflamable, tóxico y reactivo, por lo que se necesita formación adecuada para su utilización, con el fin de evitar riesgos para la salud.
La limitación más importante de este sistema es el periodo de aireación necesario para eliminar la toxicidad.
Destruye todos los organismos y microorganismos conocidos, incluso esporos y virus. Esteriliza sin deterioro artículos de goma, plástico, metal, madera, lana, piel, papel, productos farmacéuticos.
Esterilización con embalajes: a este gas son permeables sustancias como polietileno, nylon, celofán, etc.
En 1928, autores americanos: Bac, Cotton y Ellington; Schrader y Bossert y Autores alemanes: Gassner y Hase, descubrieron las propiedades del óxido de etileno.
En 1933 fueron certificadas las propiedades del óxido de etileno en un laboratorio de La Sorbona y en 1939 se estudió en un laboratorio de investigación del Ejercito de U.S.A.
El óxido de etileno era bactericida, esporicida, con gran poder de penetración, efectivo a bajas temperaturas y penetra sustancias porosas; para evitar su poder explosivo y su alto potencial inflamable se mezcló con CO2 en una proporción de 7,15 veces el volumen de óxido de etileno.
El óxido de etileno era bactericida, esporicida, con gran poder de penetración, efectivo a bajas temperaturas y penetra sustancias porosas; para evitar su poder explosivo y su alto potencial inflamable se mezcló con CO2 en una proporción de 7,15 veces el volumen de óxido de etileno.
El tiempo de esterilización que requiere el material depende de múltiples variables, el vacío que se produce, la humedad, la concentración del gas expresado en gs./l y la temperatura, es decir que reduciendo la temperatura aumenta el tiempo de exposición requerido.
El gas se adquiere en botellas metálicas o cartuchos que se vaporizan, cambian de líquido a gas a 10º C.
El gas se adquiere en botellas metálicas o cartuchos que se vaporizan, cambian de líquido a gas a 10º C.
Todos los artículos deberán airearse por 6 hs. después de una esterilización.
Alcoholes: El etanol, Isopropenol y n – propanol son los más usados. Tienen buena actividad antimicrobiana contra bacterias (incluyendo micobacterias), virus y hongos, pero al no ser esporicidas no se recomiendan para esterilización. Su mecanismo de acción no es claro, al parecer produce lísis celular por desnaturalización de las proteínas. Se recomienda en concentraciones mayores al 50% (ideal al 70%) y acompañado de emoliente para retardar su evaporación. Se usan para antisepsia y desinfección de superficies duras.
Ventajas: Eficaz acción antiséptica. Desinfectante de acción intermedia Destruye al VIH y al virus de la hepatitis B (VHB) No es corrosivo para instrumental metálico. Puede ser utilizado para material plástico Disponible en el mercado. Desventajas: No actúa en presencia de sangre o materia orgánica Puede dañar los acabados de laca de los muebles SE evapora rápidamente Endurece materiales de vinil, látex o goma Es inflamable.
Biguanidas: Él mas conocido de este grupo es la clorhexidina; el antiséptico mas usado no solo en productos orales sino en general, debido a su amplio espectro, eficacia, baja irritación y permanencia en el tejido. Sin embargo, su uso tiene limitaciones ya que su actividad antiviral se limita a virus que poseen envoltura lipídica, no es esporicida y su acción contra bacterias es solamente bacteriostática. Su mecanismo de acción lo realiza sobre la membrana celular y sobre proteínas intracelulares de los gérmenes; su acción es dependiente del ph.
Agentes clorados: Él más representativo de este grupo es el hipoclorito de sodio. Su mecanismo de acción esta relacionado con su potente actividad oxidante, inhibiendo la actividad de las proteínas. Su actividad bactericida se inicia a concentraciones de 12° de Cl. A concentraciones mas altas se potencia su acción antiviral. Se recomienda como desinfectante de superficies duras y para limpieza de material orgánico (incluyendo sangre) para eliminar virus del VIH y Hepatitis B. Actualmente también se recomienda como antiséptico al mezclarse con ácido mandélico.
Ventajas : Desinfectante de acción intermedia Muy efectiva contra el BK, VIH y VHB Barato De fácil adquisición Muy útil para descontaminar grandes superficies. Desventajas : Se inactiva en presencia de sangre o materia orgánica Corroe el instrumental metálico en uso muy prolongado. Se deteriora rápidamente (requiere de preparación diaria.)
Agentes yodados: Actualmente el más utilizado como antiséptico y desinfectante es el yodo–povidona. Su mecanismo de acción no es conocido, y aunque es menos reactivo que el cloro, a concentraciones bajas actúa rápidamente como bactericida, fungicida, tuberculocida, virucida y esporocida. Es un compuesto donde el iodo Se encuentra unido a un vehículo la polivinilpirrolidina (povidona)
El complejo iodopovidona es estable y el iodo se libera gradualmente en contacto con Sustancias reductoras y materiales biológicos.
Se utiliza como antiséptico o como desinfectante, Según la concentración empleada. Es
menos irritativo para la piel y mucosas que la tintura de iodo. Su acción microbicida es amplia, cubriendo bacterias, hongos, virus, etc.
Se presenta en solución al 10% y Solución jabonosa al 5% para lavado de manos e instrumental.
Peróxido de Hidrogeno: Se usa ampliamente para desinfección, Esterilización y antisepsia. Se utiliza a concentraciones que varían entre el 3 y el 30%. Tiene una buena eficacia contra hongos, virus, esporas bacterianas y bacterias especialmente Gram (+). Actúa gracias a su potente actividad oxidante, la cual se incrementa en la fase gaseosa. Debido a la presencia de microorganismos productores de catalasas se recomienda usarlo a concentraciones entre el 20 y el 30%. Es de anotar que los priones son resistentes a este tipo de sustancias.
Fenoles: Estos compuestos tienen Acción antiséptica, desinfectante y preservadora, gracias a la capacidad de coagular los constituyentes citoplasmaticos. En este grupo se incluyen todos los cresoles (percreolina).
Compuestos de amonio cuaternario: También conocidos como detergentes cationicos; D.G.6, se recomiendan como antisépticos y desinfectantes. Su Acción la realizan sobre la membrana plasmática, por esto sólo pueden actuar en virus que poseen capside; además son solo tuberculost·ticos y esporocidas. Se recomiendan en desinfección preoperatoria de mucosas o piel con perdida de la continuidad, en desinfección de superficies no críticas y en limpieza de superficies duras.
Otras formas de esterilización
Esterilización con rayos Gamma, en embalajes de polietileno es duradera por un año.
Esterilización por rayos ultravioletas en quirófanos.
Métodos para verificar la efectividad de la esterilización. Indicadores:
Cintas que se colocan en el paquete o caja a esterilizar, que viran de color, cuando se alcanzan las temperaturas adecuadas para la esterilización. El control de los ciclos de esterilización debe ser realizado periódicamente (por lo menos una vez a la semana). En el caso del autoclave, existen las bandas que cambian su color indicando que las condiciones del ciclo de esterilización son ideales; otras casas comerciales como 3M distribuyen bandas adhesivas LLLA para este control ó por medios microbiológicos (ATTEST) que detectan la presencia de esporas. Además en el calor seco la temperatura puede ser controlada por termómetros.
Cintas que se colocan en el paquete o caja a esterilizar, que viran de color, cuando se alcanzan las temperaturas adecuadas para la esterilización. El control de los ciclos de esterilización debe ser realizado periódicamente (por lo menos una vez a la semana). En el caso del autoclave, existen las bandas que cambian su color indicando que las condiciones del ciclo de esterilización son ideales; otras casas comerciales como 3M distribuyen bandas adhesivas LLLA para este control ó por medios microbiológicos (ATTEST) que detectan la presencia de esporas. Además en el calor seco la temperatura puede ser controlada por termómetros.
Finalmente, se debe prestar atención al almacenamiento ya que es tan importante como la misma esterilización. El lugar de almacenamiento, debe ser limpio y fresco; los instrumentos deben ser marcados con la fecha de validez del estado estéril.
LIMPIEZA Y DESINFECCION DE LAS SUPERFICIES DEL MEDIO AMBIENTE
· En ausencia de suciedad visible en las superficies del recinto o de los equipos, no se recomienda la desinfección de la sala de operaciones entre operaciones.
· Cuando una operación produjera suciedad visible o contaminación con sangre y otros fluidos corporales en las superficies o el equipamiento, se deberá usar un desinfectante luego de limpiar las áreas afectadas y antes de la próxima operación.
· Cuando los locales se vacíen, durante la noche o después de la última persona atendida, desinfectar los pisos (previa limpieza)con un desinfectante.
· Las salpicaduras de fluidos corporales deberán cubrirse con papel absorbente, para luego limpiarlas siguiendo las normas de higiene pertinentes (Precauciones Universales).
PRECAUCIONES UNIVERSALES
· El equipo utilizará protección ocular (antiparras o anteojos protectores con ajuste lateral) mientras permanezca en el quirófano propiamente dicho. También puede utilizarse barbijos.
· Las agujas no deben doblarse, romperse con las manos, encapucharse (excepto que se utilice la técnica de "la mano única").
· Los elementos cortopunzantes descartables (agujas, bisturíes) deben desecharse en los descartadores de cortopunzantes que deben estar construidos con paredes rígidas y contar con cierre hermético para seguridad de los operadores que los trasladan hacia su destino final: la incineración.
· El personal debe recibir las vacunas antihepatitis B y doble adultos (tétanos – difteria). Completado el esquema estándar de vacunas antihepatitis B, se realizará un testeo serológico para medir el título de anticuerpos protectores y definir las conductas individuales a seguir.
- Todos los clientes deben ser atendidos como si fueran infecciosos.
- Todos los clientes y el personal pueden adquirir enfermedades infecciosas.
- Todo persona de nuevo ingreso debe ser interrogado directa o indirectamente (cuestionarios de salud), sobre antecedentes infecto contagiosos
Medidas antes del tratamiento:
1. Es preferible estar inmunizado y utilizar ropa de tipo desechable
2. Escoja horario de poca actividad en su local.
3. Restrinja su radio de acción preparando todo lo que vaya a necesitar para el acto: a) instrumental, material y equipo, b) elementos para limpieza, desinfección y barrera.
4. Extreme las técnicas de barrera en: a) cliente, b) operadores, c)área operatoria, incluyendo: pisos, sillón, etc.
5. Realice el mayor número de procedimientos posibles. Restrinja al menor número posible las citas de tratamiento.
6. Mantenga gasas y toallas húmedas con desinfectante, para la limpieza y eliminación de instrumental y materiales.
7. Evite punciones y daño tisular. En tal caso desinfecte y/o aplíquese suero hiperinmune.
Medidas después del tratamiento:
1.- Coloque en una bolsa identificable (doble bolsa) todo el material desechable. Use un contenedor rígido para desechar instrumentos punzocortantes.
2.- Entregue dicha bolsa a alguna empresa de tratamiento de residuos patogenicos para su incineración, previo convenio. Esterilice el contenedor rígido en autoclave preferentemente; posteriormente, disponga de él en la forma acostumbrada.
3.- Sumerja instrumental en desinfectante concentrado (glutaraldehido). Posterior al tiempo suficiente de desinfección: limpie y esterilice.
4.- Desinfecte área operatoria: piso y mobiliario.
5.- Las manos deben seguir protegidas por guantes preferentemente nuevos para la ejecución de los actos anteriores. Finalmente desinfecte sus manos (jabón en base a clorhexidina).
Métodos de esterilización y desinfección
| MATERIAL | PROCEDIMIENTO |
| Autoclave o Esterilizador a vapor Estufa o Esterilizados calor seco Olla común o Esterilizador por hervido Hipoclorito de sodio 0,5% Alcohol etílico 70% Glutoraldehpido 2% Formaldehído 4% Peróxido de hidrógeno 6% | 1 atm. de presión 121 grados centígrados durante 20 minutos 170 grados centígrados a durante 2 horas Hervidor durante 30 minutos Inmersión en el agente durante 20 minutos |
Fuente: US.CDC/OMS
Riesgo de transmisión de las infecciones entre los pacientes y el personal de salud
| ENFERMEDAD | LINEA DE TRANSMISION | |
| PAC =>P.S. | P.S. => PAC | |
| VIH/SIDA Viruela/Zoster diseminado Zoster localizado Conjuntivitis viral Citomegalovirus Hepatitis A Hepatitis B Hepatitis no A y no -B Herpes simple Influenza Sarampión Infec. Por meningocosos Parotiditis Rotavirus Rubeola Salmonella/Shigella Sarna Streptococo aureus Streptococo grupo A Tuberculosis Sífilies | ? Alto Bajo Alto Bajo Bajo Bajo Bajo Bajo Intermedio Alto Raro Intermedio Intermedio Intermedio Bajo Bajo ? ? Bajo a alto Bajo | ? Alto Bajo Alto ? Raro Raro ? Raro Intermedio Alto ? Intermedio Intermedio Intermedio Bajo Bajo Raro Raro Bajo a alto ? |
_________
PASOS A SEGUIR PARA LA ESTERILIZACION DEL INSTRUMENTAL
1. CLASIFICACIÓN:
El primer paso es la selección del instrumental; este se puede clasificar de acuerdo a su composición (metálicos, vidrios, plásticos, etc.), según el riesgo potencial de Infección en críticos, semi - críticos y no - críticos. En esta Revisión se utilizará esta última clasificación.
Materiales críticos: son los instrumentos quirúrgicos utilizados para procesos invasivos en tejidos blandos, hueso Estos instrumentos deben ser estrictamente estériles para cada utilización por lo que deben tener características físicas, químicas y mecánicas que permitan resistir a los diferentes tratamientos de esterilización.
Materiales semi- críticos: instrumentos que no penetran en tejidos blandos, ni hueso, pero que están en contacto con tejidos orales. también aquellos instrumentos que puedan tener contacto con fluidos, tales como saliva, sangre o pus.
Materiales no- críticos: son aquellos instrumentos y aparatos que tienen contacto con la piel intacta, como las superficies de la unidad, las lámparas y otros muebles que presenten un riesgo inferior de transmisión de Infección.
2. TRATAMIENTO:
Tratamiento de material crítico y semi- crítico:
Decontaminación
Limpieza
Esterilización
Tratamiento del material no Crítico
La flora presente en estas superficies, forman un biofilm microbiano, adherente, constituido esencialmente por bacterias y virus resistentes al medio ambiente (HAV, enterovirus) o de hongos como la Candida sp. El objetivo es reducir a 1X10-5 el número de microorganismos y obtener una limpieza microscópica. Este tratamiento tiene tres etapas:
1. Retirar, los restos de material orgánico e inorgánico.
2. Limpieza, propiamente dicha, por acción química con detergentes.
3. Aplicación de desinfectante (contacto de 15 min. como mínimo) y dejar secar.
Tratamiento de deshechos:
Los restos de procedimientos deben ser recolectados en bolsas plásticas rotuladas. Las agujas y dispositivos médicos cortopunzantes de uso único, se tienen que recolectar en cajas herméticas, que luego serán marcados y sellados de manera especial.
LAVADO DE MANOS:
Su finalidad es eliminar la flora bacteriana transitoria, reducir la residente y evitar su transporte.
Por ello es imprescindible el lavado de manos antes y después de la colocación de los guantes. La medida tiene como fundamento la posible existencia de lesiones y abrasiones que no puedan ser advertidas a simple vista, la presencia de sangre impactada debajo de las uñas del profesional y la posibilidad de perforaciones no visibles sobre la superficie de los guantes.
Además deberá incluir al limpieza adecuada del lecho subungueal. Para hacerla efectiva deberá siempre retirarse de las manos todas las alhajas, incluyendo el reloj.
Se recomienda soluciones jabonosas que contengan un 4% de Gluconato de Clorhexidina como ingrediente activo debido a su acción residual. Los jabones en barra pueden convertirse en focos de infección cruzada
El enjuague debe realizarse con agua fría para cerrar los poros, el secado debe realizarse con servilletas o toallas de papel. Las toallas de felpa pueden convertirse en focos de infección cruzada.
Lavarse las manos inmediatamente después de contactar sangre, saliva ó instrumental.
TECNICA DEL LAVADO DE MANOS
La técnica de lavarse las manos tiene la siguiente secuencia:
- subirse las mangas hasta el codo
- retirar alhajas y reloj
- mojarse las manos con agua corriente
- aplicar 3 a 5 ml de jabón líquido
- friccionar las superficies de la palma de la manos y puño durante 10 o 15 segundos
- enjuagar en agua corriente de arrastre
- secar con toalla de papel
- cerrar la canilla con la toalla.
2.- GUANTES
Se recomienda guantes descartables no esterilizados. Los guantes reusables deben ser gruesos y se emplean solo para el lavado de instrumentos.
Los guantes contaminados con sangre u otros fluidos deber ser descartados
El lavado de guantes con agentes antisépticos altera la naturaleza del látex y no asegura el arrastre de microorganismos de su superficie.
Se debe evitar realizar acciones ajenas a la atención del paciente mientras lleva los guantes puestos. Si el tratamiento no es quirúrgico y debe ser momentáneamente interrumpido para luego continuar con el mismo procedimiento (tomar un frasco, abrir una puerta, contestar el teléfono, hacer una anotación, etc.) son muy útiles las manoplas ó las bolsitas descartables de polietileno superpuestas al guante de látex.
Retirar los guantes:
- Luego del uso.
- Antes de tocar áreas no contaminadas o superficies ambientales.
- Antes de atender a otro paciente.
Las manos deben ser lavadas inmediatamente después de retirados los guantes para eliminar la contaminación de las mismas que sucede aún con el uso de guantes.
BIBLIOGRAFIA
A.D.A. Infection control recommendations for the dental office and the dental laboratory. Supplement. JADA. 1992.
Adler – Storthz, K., L. M. Sehulster, G. R. Dreesman, F. B. Hollinger, and J.L. Melnick.. Effect of alkaline glutaraldehyde on hepatitis B virus antigens. Eur. J. Clin. Microbiol. 1983; 2:316 – 320
Anderson RL. Iodophor antiseptics: intrinsic microbial contamination with resistant bacteria. Infect. Control Hosp. Epidemiol. 1989; 10: 443- 446.
Argentina, Ministerio de Salud.- NORMAS BASICAS PARA LA ATENCION ODONTOLOGICA DE ENFERMOS DEL SIDA. Buenos aires, Argentina, 1987.
Miller CH. Sterilization disciplined microbial control. Dent Clin North Am. 1991 Apr;35(2):339-55.
Block, S. S. Peroxygen compounds. In S.S. Block (ed.), Desinfection, sterilization, and preservation, 4th ed. Lea & Febiger, Philadelphia, Pa. 1991; 167-181.
Brasil, Ministerio de Saúde.- NORMAS TECNICAS PARA CONTROLE DA AIDS E OUTRAS INFECÇOES VIRAIS NA PRATICA ODONTOLOGICA, Brasilia, Brasil, 1989.
Burke FJ, Coulter WA, Cheung S W, Palenik CJ. Autoclave performance and practitioner knowledge of autoclave use: a survey of selected UK practices. Quintessence Int. 1998 Apr; 29(4): 231-8.
Centers for Disease control.- public healthe service statement on management of ocupational exposureto human immunodeficiency virus including consideratios regarding zidovudine postexposure usa. Mmwr 1990 Jean 26;39:RR-1
Centers for Disease Control.- RECOMMENDED INFECTION-CONTROL PRACTICES FOR DENTISTRY. MMWR 1986 Apr 18;35:237 - 242.
Christensen, E. A., and H Kristensen. Gaseosus sterilization. In A. D. Russell, W. B. Hugo, and G. A. J. Ayliffe (eds.), Principles and practice of disinfection, preservation and sterilization, 2nd ed. Blackwell Scientific Publications Ltd., Oxford, England. 1991 ; 557-572.
Colombia, Ministerio de Salud.- Plan Nacional de prevención y control del SIDA.- MANUAL DE CONDUCTAS BASICAS. 1990.
Denyer, S. P. Mechanims of action of antibacterial biocides. Int. Biodeterior. Biodegrad. 1995; 36:227-245.
Departamento de Sanidad del Gobierno Vasco y colegios oficiales de odontólogos y Estomatólogos del país Vasco.- LA INFECCIàN POR VIH VHB Y OTROS VIRUS DE TRANSMISION SANGUINEA EN ODONTOLESTOMATOLOGIA. Gobierno Vasco, España, 1993.
Devore CH. Legal issues involved in academic sterilization monitoring services. Compendium. 1994 Dec ; 15(12) : 1482 - 1487.
Dychdala, G. R. Chlorine and chlorine compounds. In S.S. Block (ed.), Desinfection, sterilization, and preservation, 4th ed. Lea & Febiger, Philadelphia, Pa. 1991; 131-151.
Federación Odontológica colombiana.- RECOMENDACIONES PARA LA HIGIENE EN EL EJERCICIO ODONTOLOGICO. Rev Fed Odont Colomb 1985;34(135):88-96
Fleurette J, Freney J, Reverdy ME, Et Tissot G. Guide practique de l’antisepsie et de la desinfection. 1a. ed. Ed. Eska. 1997; p: 11-183.
Frier, M. Derivatives of 4-amino-qunaldinium and 8-hydroxyquinoline. In W. B. Hugo (ed.), Inhibition and destruction of the microbial cell. Academic Press, Ltd.,London, England. 1971; 107-120.
Gale P, Young C, Stanfield G, Oakes D. Development of a risk assessment for BSE in the aquatic environment. J Appl Microbiol 1998 Apr;84(4):467- 77
Gardner, J. F., and K.G. Gray. Chlorhexidine, In S.S. Block (ed.), Desinfection, sterilization, and preservation, 4th ed. Lea & Febiger, Philadelphia, Pa. 1991; 251-270.
Gottardi, Iodine and iodine compounds. In S.S. Block (ed.), Desinfection, sterilization, and preservation, 4th ed. Lea & Febiger, Philadelphia, Pa. 1991; 151-166.
Larson EL and Morton HE. Alcohols, In S.S. Block (ed.), Desinfection, sterilization, and preservation, 4th ed. Lea & Febiger, Philadelphia, Pa.1991; 191-203.
Lewis DL, Boe RK .infection risks associated with current procedures for using high-speed dental handpieces. J Clin Microbiol 1992 Feb;30(2):401
McDonnell G and Russell AD. Antiseptics and Disinfectants: Activity, Action, and Resistance Clin. Microbiol. Rev. 1999. 12: 147 - 179.
Miller CH. Sterilization. Disciplined microbial control. Dent. Clin. North. Am. 1991 Apr; 35(2): 339-55.
Miller CH.; Sheldrake MA. The ability of biological indicators to detect sterilization failures. Am. J. Dent. 1994 Apr; 7 (2): 95-7.
Morton HE. Alcohols, In S.S. Bloch (ed.), Desinfection, sterilization, and preservation, 3rd ed. Lea & Febiger, Philadelphia, Pa.. 1983; 225-239
Murard L, Zylberman P. L’hygiene en France: l’utopie contrarie. Sciences. 1998 Avril;98(2): 34-36.
Organización Mundial de la Salud.- GUIA DE METODOS EFICACES DE ESTERILIZACION Y DESINFECCION CONTRA EL VIRUS DE LA INMUNODEFICIENCIA HUMANA (VIH), 2da. De. Serie OMS sobre el SIDA Nº 2, Ginebra, Suiza, 1990.
Organización Mundial de la Salud.- NORMAS DE BIOSEGURIDAD PARA LABORATORIOS DE DIAGNOSTICO E INVESTIGACION QUE TRABAJAN CON EL VIH, Serie OMS sobre el SIDA Nº 9, Ginebra, Suiza, 1992.
Organización Panamericana de la Salud.- GUIAS PARA CONTROLE DE INFECÇOES HOSPITALARES ORIENTADAS PARA PROTEÇAO DA SAUDE DOD TRAABALHADOR HOSPITALAR. Serie HSD/SILOS Nº 18,1992.
Organización Panamericana de la Salud.- LA GARANTIA DE LA CALIDAD: EL CONTROL DE INFECCIONES HOSPITALARIAS. Serie HSD/DILOS Nº 12,1991.
Ranganthan; N.S.. Chlorhexidine. In J.M. Ascenzi (ed.), Handbook of disinfectants and antiseptics. Marcel Dekker, Inc., New York, N.Y. 1996; 235-264.
Rizzo R. The effects of sterilization and desinfection: basics of microbial killing for infection control. J. Am. Dent. Assoc. 1993 Jan; 124(1): 48-56.
Rusell, AD.. Modification of the bacterial cell envelope and enhancement of antibiotic susceptibility. In C.H. Stuart- Harris and Dri Harris (ed). The control of antibiotic- resistant bacteria. Academic Press, Ltd. London, England. 1981; 119 - 165.
Rusmah M. Glutaraldehyde in dentistry : a review. Singapore Dental J. 1993; 18(1) : 17-21.
Russell, A.D., and I Chopra. Understanding antibacterial action and resistance, 2nd ed. Ellis Horwood, Chichester, England. 1996.
Saglioca L, Stroffolini T, Amoroso P, Manzillo G, Ferrigno L, Converti F, Palumbo F, Izzo E, Mele A. Risk factors for acute hepatitis B: a case-control study. J. Viral Hepat. 1997 Jan; 4(1)/ 63-6.
Samaranayake L. Rules of infection control. Int. Dent. J. 1993; 43(6): 578-84.
Sanchez E.; Macdonald G. Decontaminating dental instruments: testing the effectiveness of selected methods. J. Am Dent. Assoc. 1995 Mar; 126(3): 359- 62.
Schiodt, M.;Greens pan, D,; Greenspan, J. S.; Pindborg, J.J.- EL SIDA EN LA CAVIDAD BUCAL. De. Actualidades Médico-Odontológicas latinoamericana, Caracas, Venezuela, 1990.
Scott, E. M., and S.P. Gordman. Glutaraldehyde,. In S.S. Block (ed.). Disinfection, sterilization and preservation, 4th ed. Lea & Febiger, Philadelphia, Pa. 1991; 596-614